流式细胞术样本处理全攻略（一）：组织、血液、体液制备方法详解

摘要

流式细胞术作为多参数、高通量的细胞分析技术，在细胞表型鉴定、免疫反应研究、疾病机制探索及药物效果评估中发挥关键作用。而样本制备是流式实验成功的核心前提，需将不同来源样本处理为单颗粒悬液，并最大程度减少细胞死亡与碎片干扰。本文针对组织、外周血 / 骨髓、体液三类常见样本，详细梳理其取材要求、制备步骤及注意事项，同时补充组织酶解法的操作要点与胶原酶选型指南，为流式实验人员提供可直接参考的标准化操作方案。

一、流式实验样本操作核心原则

流式分析的基础是获得高质量单颗粒悬液（活细胞、固定细胞、细胞核、微生物等），核心原则需围绕 “减少细胞损伤、降低干扰” 展开：

1. 细胞状态优先：死细胞易结团，会吸附游离抗体并产生强自发荧光，直接影响荧光信号准确性；需通过轻柔操作、合理保存条件维持细胞活性。
2. 控制碎片含量：过多细胞碎片会增加背景噪音，严重时可能掩盖目标细胞信号，需通过过滤、离心等步骤去除杂质与碎片。
3. 保持抗原活性：避免使用甲醛、乙醇等固定剂，除非实验明确要求；酶或表面活性剂的使用需谨慎，防止破坏细胞表面抗原位点。

二、组织样本（淋巴结、脾、肝等）处理方法

组织样本因结构致密，需通过机械处理分散为单细胞悬液，是流式样本制备中操作难度较高的类型之一。

2.1 取材要求

• 保存条件：新鲜组织需立即放入生理盐水或 PBS 中，室温下 12 小时内完成处理；若无法及时处理，可 4℃冷藏保存，但最长不超过 48 小时。
• 禁忌事项：严禁使用甲醛、乙醇等固定剂，避免酶或表面活性剂预处理，防止抗原变性或细胞活性丧失。